Wirus Epstein–Barr (EBV) to jeden z najbardziej rozpowszechnionych wirusów na świecie – nosi go bezobjawowo lub prawie bezobjawowo około 95% ludzi. (Wykrywa się to jako obecność DNA wirusa we krwi pełnej, czyli zawierającej limfocyty B - nosiciele). Pozostałe 5 % to najprawdopodobniej Ci, którzy jeszcze się nim nie zarazili. EBV sprytnie wykorzystuje naturalny cykl życia limfocytów B. Gdy te komórki się dzielą, wirus „kopiuje się razem z nimi”, bez potrzeby produkcji nowych cząstek wirusa. Dzięki temu może się utrzymywać w organizmie praktycznie niezauważony przez układ odpornościowy. Wirus ten jest z nami od milionów lat, gdyż wszystkie ssaki naczelne są w podobny sposób zainfekowane swoimi odmianami tego wirusa, które ewoluowały razem z tymi gatunkami.  U większości osób zakażenie rozpoczyna się od przechorowania poważniejszego "przeziębienia", które nazywamy mononukleozą. Następnie infekcja przechodzi w stan utajenia i przebiega bezobjawowo. Wirus przechodzi w stan uśpienia i pozostaje w organizmie przez całe życie, głównie w limfocytach B, czyli komórkach układu odpornościowego. Wirus ten okresowo się w tych limfocytach wzbudza i zaczyna produkować swoje białka. Jednak sprawny układ odpornościowy potrafi szybko i sprawnie usuwać komórki, które ulegają takiemu wzbudzeniu. Jesli wzbudzenie limfocyta ma miejsce w migdałku - dochodzi do przeniesienia się wirusa do komórek nabłonkowych migdałka, gdzie dokonuje on pełnego cyklu rozwojowego, i produkuje liczne kopie wirusów do śliny, dzięki czemu wirus przenosi się na kolejne osoby. Niekiedy jednak takie wzbudzenie przechodzi w stan przewlekły. Dzieje się to dzięki temu, że białka produkowane przez wirusa potrafią wielowymiarowo blokować mechanizmy odporności przeciwwirusowej a z drugiej strony potrafią utrzymywać komórkę w stanie wzbudzenia produkcji białek wirusowych. Jeśli białek wirusa będzie odpowiednio dużo, siła hamowania odporności i wzbudzania samego siebie robi się na tyle duża, że organizm nie jest w stanie spacyfikować takiego wzbudzenia. W takim stanie w komórkach pływa sobie kilkadziesiąt różnych białek wirusa, które zaburzają  w bardzo różnorodny sposób pracę tej komórki i są one słabo widoczne dla układu odpornościowego. 

 

Jednak takie wzbudzenie niekoniecznie musi to oznaczać, że komórka zaczyna produkować kopie wirusów. Produkcja kopii wirusów (wirionów) jest bardzo skomplikowanym procesem i bardzo dużo czynników musi zajść równocześnie, by ten proces mógł się rozpocząć. Stąd też tylko bardzo mały  odsetek komórek wstepnie wzbudzonych wchodzi tzw. pełną litykę czyli produkcję wirionów. Kończy się to śmiercią komórki z dwóch powodów - (1) układ odpornościowy szybko dostrzega taką komórkę jako nieprawidłową i niszczy, (2) komórka nawet nie zniszczona przez układ odpornościowy nie jest w stanie dalej funkcjonować z powodu zbyt dużej degradacji metabolizmu przez białka wirusa i sama ulega martwicy. Tak czy owak wirusy trafiają do krwi, gdzie mogą zostać wykryte w osoczu (czyli frakcji pozbawionej limfocytów B- nosicieli). Właśnie taki stan wykrywany jest w badaniach populacyjnych u kilku procent ludzi. Pytanie jedynie, czy są to długotrwałe wzbudzenia, czy też może jedynie chwilowe? Patrząc, że na końcu ścieżki wzbudzania się EBV jest jednostka chorobowa zwana ‘active chronic EBV’, w której obserwuje się bardzo dużą liczbę kopii DNA we krwi, można przypuszczać, że róznych stanów pośrednich może być bardzo dużo.

Większość komórek wzbudzonych nie produkuje nowych wirusów, czyli trwa w stanie częściowego wzbudzenia. Białka wirusowe rozregulowujące komórkę są produkowane ale nowe wirusy nie. To właśnie ten stan częściowego wzbudzenia jest obszarem intensywnych badań ostatnich lat. W tym stanie komórka jest niewidoczna lub prawie niewidoczna dla układu odpornościowego, nie ma DNA wirusa w surowicy, czyli praktycznie nie idzie wykryć tego stanu, a komórka działa w sposób mocno nieprawidłowy. W długiej skali czasowej może to prowadzić np. do chorób autoimmunologicznych, tak często współistniejących z podwyższonymi różnymi parametrami wskazującymi na obecność EBV w organizmie.

2. Dlaczego wykrywamy wirusa w osoczu tylko u niektórych?

Ciekawym zjawiskiem jest to, że DNA EBV wykrywa się w osoczu u kilku procent ludzi.

To rodzi ważne pytania: skąd ono się tam bierze? Czy wirus aktywnie replikuje się w limfocytach czy na wzór tkanki migdałkowej, również w innych tkankach? A może jest to efekt rozpadu komórek w stanie częściowego wzbudzenia, które nie produkują nowych wirusów ?

Nie mamy dziś jednoznacznej odpowiedzi. Wiadomo, że klasyczne miejsca bytowania wirusa to limfocyty B i nabłonek gardła. Jego sygnały znajdowano jednak także w innych tkankach: układ nerwowy, wątroba, trzustka, jelita, płuca itp. – często jednak może to wynikać z obecności „napływowych” zakażonych limfocytów, a nie rzeczywistej infekcji tych komórek. Tak czy owak często obserwuje się nasilenie stanu zapalnego w wielu tkankach któremu towarzysty podwyższona ilość wirusa w tych tkankach.

3. Nie tylko uśpienie albo pełna aktywność – trzeci stan wirusa

Tradycyjnie przyjmowano, że EBV funkcjonuje w dwóch trybach: uśpienia oraz pełnej aktywności, czyli produkcji nowych wirusów. Nowe badania wskazują jednak na istnienie trzeciego stabilnego stanu – niepełnej, tzw. abortywnej lityki. W tym stanie wirus zaczyna się aktywować i uruchamia część swoich genów, ale nie dochodzi do produkcji nowych cząstek wirusa. Co więcej, wygląda na to, że większość reaktywacji zatrzymuje się właśnie na tym etapie.

Stan ten można porównać do fabryki, która uruchamia maszyny, ale nie rozpoczyna produkcji. Komórka zmienia swój metabolizm, produkuje pewne białka wirusa i wysyła sygnały do układu odpornościowego, jednak nie powstają nowe wirusy. Jest to stan pośredni między uśpieniem a pełną aktywnością, który okazuje się zaskakująco stabilny.

Pełna aktywacja wirusa z produkcją wirusów ma istotną wadę – komórka staje się wtedy łatwo rozpoznawalna przez układ odpornościowy i szybko zostaje zniszczona. Natomiast komórki znajdujące się w stanie uśpienia lub niepełnej lityki są znacznie mniej widoczne i mają większą szansę przetrwać. Oznacza to, że układ odpornościowy niejako selekcjonuje wirusa w kierunku półaktywnego stanu, eliminując komórki w pełni zakażone.

W efekcie EBV funkcjonuje w dynamicznej równowadze między uśpieniem, niepełną aktywacją i pełną lityką. Między pierwszymi dwoma może się wzajemnie przełączać. Na przejście z uśpienia do aktywacji wpływają takie czynniki jak przewlekły stan zapalny, stres, zaburzenia mikrobioty, inne infekcje czy immunosupresja, jednak większość takich epizodów zatrzymuje się na etapie niepełnej lityki.

EBV jest powiązany z wieloma chorobami przewlekłymi i autoimmunologicznymi, takimi jak stwardnienie rozsiane, toczeń, reumatoidalne zapalenie stawów czy choroba Hashimoto, a także z niektórymi nowotworami. Coraz więcej wskazuje na to, że kluczową rolę odgrywa nie pełna infekcja wirusowa, lecz przewlekła, niskopoziomowa aktywność wirusa, która stale pobudza układ odpornościowy, zmienia metabolizm komórek i prowadzi do przewlekłego stanu zapalnego. Należy jednak dodać, że najprawodpdobniej takich czynników wzbudających autoimmunologię jest znacznie więcej. EBV to tylko jeden z wielu takich wirusów.

Najważniejszym wnioskiem z najnowszych badań jest to, że niepełna lityka prawdopodobnie nie jest błędem wirusa, lecz jego głównym trybem działania. Należy zauwazyć, że podobne zjawiska dotyczą także innych wirusów z rodziny herpes, takich jak Herpes Simplex czy Cytomegalia. Oznacza to, że niektóre wirusy często nie są ani w pełni aktywne, ani całkowicie uśpione, lecz funkcjonują w stabilnych stanach pośrednich, co zmienia sposób myślenia o ich diagnostyce i leczeniu.

4. Dlaczego wirus „nie chce” się w pełni aktywować?

Pełna aktywacja wirusa niesie ze sobą poważne konsekwencje dla zakażonej komórki, ponieważ staje się ona wtedy wyraźnie widoczna dla układu odpornościowego i szybko zostaje zniszczona. W przeciwieństwie do tego, komórki znajdujące się w stanie uśpienia lub w fazie niepełnej lityki są znacznie mniej rozpoznawalne przez mechanizmy obronne organizmu, co zwiększa ich szanse na przetrwanie. W efekcie układ odpornościowy niejako „selekcjonuje” wirusa, eliminując komórki w pełni aktywne, a sprzyjając utrzymywaniu się tych, w których wirus pozostaje w stanie półaktywnym.

Nowe podejście pokazuje, że EBV nie jest ani „uśpiony”, ani „aktywny” – tylko znajduje się głównie w dynamicznej stabilnej równowadze między tymi stanami. Pomiędzy nimi jest stabilny stan częściowego wzbudzenia a przejście między tymi 3 stanami  jest zasadniczo trudne i wymaga spełnienia wielu warunków.

5. Co wywołuje „przebudzenia” wirusa?

Na przejście z uśpienia do stanu częściowej aktywacji wpływają:

·           przewlekły stan zapalny

·           zaburzenia mikrobioty (dysbioza)

·           pasożyty

·           stres

·           inne infekcje

·           immunosupresja

Przewlekły stan zapalny odgrywa istotną rolę w procesie wzbudzania się wirusa Epstein–Barra, ponieważ zmienia środowisko komórkowe i sygnały regulujące aktywność genów wirusowych. Długotrwała obecność cytokin prozapalnych, takich jak TNF-α czy IL-6, może zaburzać mechanizmy utrzymujące wirusa w stanie uśpienia, sprzyjając jego częściowej aktywacji. Jednocześnie białka wirusa wpływają na funkcjonowanie układu odpornościowego, i selektywnie blokują odporonośc przeciwwirusową. Może to utrzymywać wirusa w stanie przewlekłej, niskopoziomowej aktywności. W efekcie powstaje błędne koło – stan zapalny sprzyja reaktywacji wirusa, a aktywność wirusa dodatkowo podtrzymuje stan zapalny.

Pasożyty. Jakkolwiek badań potwierdzających tę tezę jest bardzo mało, to jednak analiza teoretyczna wskazuje, że pasożyty mogą sprzyjać przejściu wirusa ze stanu uśpienia do wzbudzenia. Moga to czynić przez kilka mechanizmów związanych z modulacją układu odpornościowego i środowiska komórkowego. Infekcje pasożytnicze często wywołują przewlekły stan zapalny oraz zmieniają równowagę odpowiedzi immunologicznej, na przykład przesuwając ją w kierunku odpowiedzi typu Th2 lub osłabiając aktywność komórek cytotoksycznych. Taka zmiana może zmniejszać skuteczność kontroli nad zakażonymi komórkami, ułatwiając wirusowi częściową reaktywację. Dodatkowo pasożyty mogą wpływać na metabolizm komórek gospodarza, poziom cytokin oraz stres oksydacyjny, co tworzy warunki sprzyjające aktywacji genów wirusowych. W efekcie obecność pasożytów może zwiększać prawdopodobieństwo i częstość przejść wirusa ze stanu uśpienia do stanu niepełnej lityki, podtrzymując jego przewlekłą aktywność w organizmie.

Mikrobiota jelitowa, czyli ogromna społeczność bakterii zamieszkujących nasze jelita, również nie jest statyczna ani bierna. Podobnie jak EBV, funkcjonuje w stanie dynamicznej równowagi – między stabilnością a ciągłymi zmianami. Zdrowa mikrobiota wspiera odporność, metabolizm i funkcjonowanie układu nerwowego, ale jej zaburzenia (dysbioza) mogą prowadzić do przewlekłego stanu zapalnego i zwiększonej podatności na choroby. Co ważne, mikrobiota nie tylko reaguje na czynniki zewnętrzne, takie jak dieta czy stres, ale także aktywnie wpływa na środowisko organizmu, modulując odpowiedź immunologiczną i komunikację między narządami. Sposób, w jaki zaburzona mikrobiota wpływa na układ odpornościowy jest taki, że osłabione są mechanizmy przeciwwirusowe, co może sprzyjać reaktywacji wirusa.

 Inne przewlekłe infekcje również mogą odgrywać istotną rolę w reaktywacji wirusa EBV, ponieważ stale pobudzają układ odpornościowy i zmieniają środowisko wewnętrzne organizmu. W przypadku infekcji wirusowych o tendencjach do uprzewlekniania się np. Coxsackie, Cytomegalowirus, Herpes, Adenovirus, należy zaobserwować, że wszysktie one działają w podobny sposób – hamują produkcję interferonów przeciwwirusowych, hamują autofagię i hamują aktywność limofytów cytotoksycznych, czyli nawzajem ułatwiają swoje wzbudzenie. Infekcje bakteryjne, wirusowe czy nawet pasożytnicze mogą prowadzić do przewlekłego stanu zapalnego, który sprzyja „wybudzaniu” wirusa EBV z fazy uśpienia. Dodatkowo konkurencja o zasoby immunologiczne sprawia, że organizm nie jest w stanie skutecznie kontrolować wszystkich patogenów jednocześnie, co daje EBV okazję do przejścia w stan częściowej aktywacji. Takie współistnienie infekcji może tworzyć błędne koło, w którym każda z nich wzmacnia aktywność pozostałych, utrudniając powrót do równowagi.

Również przewlekły stres psychologiczny może odgrywać istotną rolę w reaktywacji EBV. Długotrwałe napięcie emocjonalne wpływa na układ odpornościowy poprzez zwiększone wydzielanie hormonów stresu, takich jak kortyzol, które mogą osłabiać zdolność organizmu do kontrolowania wirusa. W efekcie troszkę łatwiej dochodzi do przejścia EBV ze stanu uśpienia do aktywności, nawet jeśli nie jest to pełna lityka. Co więcej, stres może nasilać stan zapalny i zaburzać równowagę immunologiczną, tworząc środowisko sprzyjające utrzymywaniu się wirusa w stanie niepełnej aktywacji.

Widzimy więc, że wiele sytuacji w organizmie mogą sprzyjać  przejściu wirusa w stan przewlekłego wzbudzenia. Same w sobie mogą one nie być wystarczające do zajścia wzbudzenia wirusa, jednak gdy wspólnie w jakimś momencie zadziała jakaś ich liczba, może dojśc do przełamania zdolności organizmu do opanowania infkecji i stan wzbudzenia może sie utrwalić. Zważywszy że często są to sytuacje trwające długo w czasie, przejście w stan wzbudzenia może być statystycznie kwestią czasu.

6. EBV a choroby przewlekłe i autoimmunologiczne

EBV jest powiązany z wieloma chorobami przewlekłymi i autoimmunologicznymi, takimi jak stwardnienie rozsiane, toczeń, reumatoidalne zapalenie stawów czy choroba Hashimoto, a także z niektórymi nowotworami. Coraz więcej badań wskazuje, że kluczową rolę może odgrywać nie tyle pełna, aktywna infekcja wirusowa, ile jego przewlekła, niskopoziomowa aktywność. W takim stanie wirus nie produkuje nowych cząstek, ale pozostaje częściowo aktywny, co prowadzi do ciągłego pobudzania układu odpornościowego, zmian w metabolizmie komórek oraz utrzymywania się przewlekłego stanu zapalnego. To właśnie ta subtelna, trudna do uchwycenia aktywność może być jednym z istotnych czynników wpływających na rozwój i podtrzymywanie wielu chorób przewlekłych.

7. Nowe spojrzenie: to nie wyjątek, tylko reguła

Najważniejszy wniosek z najnowszych badań jest zaskakujący: Niepełna lityka to prawdopodobnie nie „błąd” wirusa, ale jego główny tryb działania. I co ciekawe, podobne zjawiska obserwuje się również u innych wirusów. Oznacza to, że również inne wirusy często nie są ani w pełni aktywne, ani całkowicie uśpione lecz funkcjonują w stabilnych stanach pośrednich. To zmienia sposób myślenia o diagnostyce i leczeniu – być może zamiast szukać samego DNA wirusa, powinniśmy badać jego „aktywność molekularną”.

Wirus EBV nie jest jedynie biernym pasażerem w naszym organizmie. To aktywny uczestnik złożonej gry biologicznej, który potrafi ukrywać się przed układem odpornościowym, utrzymywać się przez całe życie i działać w subtelny, trudny do wykrycia sposób. Największą nowością jest zrozumienie, że jego „półaktywne” formy mogą być kluczowe dla wielu przewlekłych chorób – i że to właśnie one mogą być brakującym elementem układanki we współczesnej medycynie.

Pozdrawiam serdecznie

Prof. UAM dr hab. inf. dr med.

      Krzysztof Michalak

 

 

 

Literatura:

1.     Soldan, S.S.; Lieberman, P.M. Epstein–Barr virus and multiple sclerosis. Nat. Rev. Microbiol. 2023, 21, 51–64. [Google Scholar] [CrossRef]

2.     Bjornevik, K.; Münz, C.; Cohen, J.I.; Ascherio, A. Epstein-Barr virus as a leading cause of multiple sclerosis: Mechanisms and implications. Nat. Rev. Neurol. 2023, 19, 160–171. [Google Scholar] [CrossRef]

3.     Bjornevik, K.; Cortese, M.; Healy, B.C.; Kuhle, J.; Mina, M.J.; Leng, Y.; Elledge, S.J.; Niebuhr, D.W.; Scher, A.I.; Munger, K.L.; et al. Longitudinal analysis reveals high prevalence of Epstein-Barr virus associated with multiple sclerosis. Science 2022, 375, 296–301. [Google Scholar] [CrossRef]

4.     Wahbeh, F.; Sabatino, J.J. Epstein-Barr Virus in Multiple Sclerosis. Neurol. Neuroimmunol. Neuroinflamm. 2025, 12, e200460. [Google Scholar] [CrossRef]

5.     Toussirot, É.; Roudier, J. Epstein–Barr virus in autoimmune diseases. Best Pract. Res. Clin. Rheumatol. 2008, 22, 883–896. [Google Scholar] [CrossRef]

6.     Toussirot, E.; Wendling, D.; Tiberghien, P.; Luka, J.; Roudier, J. Decreased T cell precursor frequencies to Epstein-Barr virus glycoprotein gp110 in peripheral blood correlate with disease activity and severity in patients with rheumatoid arthritis. Ann. Rheum. Dis. 2000, 59, 533–538. [Google Scholar] [CrossRef]

7.     Houen, G.; Trier, N.H. Epstein-Barr Virus and Systemic Autoimmune Diseases. Front. Immunol. 2021, 11, 587380. [Google Scholar] [CrossRef]

8.     Draborg, A.H.; Duus, K.; Houen, G. Epstein-Barr virus and systemic lupus erythematosus. Clin. Dev. Immunol. 2012, 2012, 370516. [Google Scholar] [CrossRef]

9.     Paroli, M.; Gioia, C.; Accapezzato, D.; Caccavale, R. Inflammation, Autoimmunity, and Infection in Fibromyalgia: A Narrative Review. Int. J. Mol. Sci. 2024, 25, 5922. [Google Scholar] [CrossRef]

10. Fang, J.; Kifle, Z.D.; Tian, J.; Bettiol, S.; Cicuttini, F.; Jones, G.; Pan, F. Pathogen-specific exposure is associated with multisite chronic pain: A prospective cohort study. Brain Behav. Immun. 2025, 129, 157–164. [Google Scholar] [CrossRef]

11. Wang, Z.; Chang, X.; Cheng, X. Epstein-Barr virus in thyroid disease: An integrated immunovirological perspective. Front. Immunol. 2025, 16, 1687214. [Google Scholar] [CrossRef]

12. Assaad, S.N.; Meheissen, M.A.; Elsayed, E.T.; Alnakhal, S.N.; Salem, T.M. Study of Epstein-Barr virus serological profile in Egyptian patients with Hashimoto’s thyroiditis: A case-control study. J. Clin. Transl. Endocrinol. 2020, 20, 100222, Erratum in J. Clin. Transl. Endocrinol. 2020, 23, 100242. [Google Scholar] [CrossRef]

13. Janegova, A.; Janega, P.; Rychly, B.; Kuracinova, K.; Babal, P. The role of Epstein-Barr virus infection in the development of autoimmune thyroid diseases. Endokrynol. Pol. 2015, 66, 132–136. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

14. Imashuku, S. Clinical features and treatment strategies of Epstein-Barr virus-associated hemophagocytic lymphohistiocytosis. Crit. Rev. Oncol. Hematol. 2002, 44, 259–272. [Google Scholar] [CrossRef]

15. Marsh, R.A. Epstein–Barr Virus and Hemophagocytic Lymphohistiocytosis. Front. Immunol. 2018, 8, 1902. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

16. Chan, E.W.; Sun, V.; Eldeeb, M.; Kapusta, M.A. Epstein-Barr Virus Acute Retinal Necrosis in an Immunocompetent Host. Retin. Cases Brief Rep. 2021, 15, 412–416. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

17. Moussa, K.; Gonzales, J.A.; Shantha, J.; Acharya, N.R.; Doan, T. Prevalence of Epstein-Barr Virus in Patients with Intraocular Inflammation. Ocul. Immunol. Inflamm. 2023, 31, 978–980. [Google Scholar] [CrossRef]

18. Radosavljevic, A.; Agarwal, M.; Chee, S.P.; Zierhut, M. Epidemiology of Viral Induced Anterior Uveitis. Ocul. Immunol. Inflamm. 2022, 30, 297–309. [Google Scholar] [CrossRef]

19. Kanakry, J.A.; Hegde, A.M.; Durand, C.M.; Massie, A.B.; Greer, A.E.; Ambinder, R.F.; Valsamakis, A. The clinical significance of EBV DNA in the plasma and peripheral blood mononuclear cells of patients with or without EBV diseases. Blood 2016, 127, 2007–2017. [Google Scholar] [CrossRef]

20. Lo, Y.M.; Chan, W.Y.; Ng, E.K.; Chan, L.Y.; Lai, P.B.; Tam, J.S.; Chung, S.C. Circulating Epstein-Barr virus DNA in the serum of patients with gastric carcinoma. Clin. Cancer Res. 2001, 7, 1856–1859. [Google Scholar]

21. Yu, K.H.; Lo, Y.M.; Tse, G.M.; Chan, K.C.; Chan, A.B.; Chow, K.C.; Ma, T.K.; Vlantis, A.C.; Leung, S.F.; van Hasselt, C.A.; et al. Quantitative analysis of cell-free Epstein-Barr virus DNA in plasma of patients with nonnasopharyngeal head and neck carcinomas. Clin. Cancer Res. 2004, 10, 1726–1732. [Google Scholar] [CrossRef]

22. Kim, K.Y.; Le, Q.T.; Yom, S.S.; Pinsky, B.A.; Bratman, S.V.; Ng, R.H.; El Mubarak, H.S.; Chan, K.C.; Sander, M.; Conley, B.A. Current State of PCR-Based Epstein-Barr Virus DNA Testing for Nasopharyngeal Cancer. J. Natl. Cancer Inst. 2017, 109, djx007. [Google Scholar] [CrossRef]

23. Damania, B.; Kenney, S.C.; Raab-Traub, N. Epstein-Barr virus: Biology and clinical disease. Cell 2022, 185, 3652–3670. [Google Scholar] [CrossRef]

24. Smatti, M.K.; Al-Sadeq, D.W.; Ali, N.H.; Pintus, G.; Abou-Saleh, H.; Nasrallah, G.K. Epstein–Barr Virus Epidemiology, Serology, and Genetic Variability of LMP-1 Oncogene Among Healthy Population: An Update. Front. Oncol. 2018, 8, 211. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

25. Kimura, H.; Hoshino, Y.; Kanegane, H.; Tsuge, I.; Okamura, T.; Kawa, K.; Morishima, T. Clinical and virologic characteristics of chronic active Epstein-Barr virus infection. Blood 2001, 98, 280–286. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

26. Kimura, H.; Cohen, J.I. Chronic Active Epstein-Barr Virus Disease. Front. Immunol. 2017, 8, 1867. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

27. Chang, M.S.; Kim, W.H. Epstein-Barr virus in human malignancy: A special reference to Epstein-Barr virus associated gastric carcinoma. Cancer Res. Treat. 2005, 37, 257–267. [Google Scholar] [CrossRef]

28. Han, S.; Tay, J.K.; Loh, C.J.L.; Chu, A.J.M.; Yeong, J.P.S.; Lim, C.M.; Toh, H.C. Epstein–Barr Virus Epithelial Cancers—A Comprehensive Understanding to Drive Novel Therapies. Front. Immunol. 2021, 12, 734293. [Google Scholar] [CrossRef]

29. Kasahara, Y.; Yachie, A. Cell type specific infection of Epstein–Barr virus (EBV) in EBV-associated hemophagocytic lymphohistiocytosis and chronic active EBV infection. Crit. Rev. Oncol./Hematol. 2002, 44, 283–294. [Google Scholar] [CrossRef]

30. Gulley, M.L.; Tang, W. Laboratory assays for Epstein-Barr virus-related disease. J. Mol. Diagn. JMD 2008, 10, 279–292. [Google Scholar] [CrossRef]

31. Sausen, D.G.; Bhutta, M.S.; Gallo, E.S.; Dahari, H.; Borenstein, R. Stress-Induced Epstein-Barr Virus Reactivation. Biomolecules 2021, 11, 1380. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

32. Indari, O.; Ghosh, S.; Bal, A.S.; James, A.; Garg, M.; Mishra, A.; Karmodiya, K.; Jha, H.C. Awakening the sleeping giant: Epstein–Barr virus reactivation by biological agents. Pathog. Dis. 2024, 82, ftae002. [Google Scholar] [CrossRef]

33. Wang, Y.; Yu, J.; Pei, Y. Identifying the key regulators orchestrating Epstein-Barr virus reactivation. Front. Microbiol. 2024, 15, 1505191. [Google Scholar] [CrossRef]

34. Li, H.; Liu, S.; Hu, J.; Luo, X.; Li, N.; Bode, A.M.; Cao, Y. Epstein-Barr virus lytic reactivation regulation and its pathogenic role in carcinogenesis. Int. J. Biol. Sci. 2016, 12, 1309–1318. [Google Scholar] [CrossRef]

35. Hawkins, J.B.; Delgado-Eckert, E.; Thorley-Lawson, D.A.; Shapiro, M. The Cycle of EBV Infection Explains Persistence, the Sizes of the Infected Cell Populations and Which Come under CTL Regulation. PLoS Pathog. 2013, 9, e1003685. [Google Scholar] [CrossRef]

36. Veroni, C.; Aloisi, F. The CD8 T Cell-Epstein-Barr Virus-B Cell Trialogue: A Central Issue in Multiple Sclerosis Pathogenesis. Front. Immunol. 2021, 12, 665718. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

37. Murata, T.; Sugimoto, A.; Inagaki, T.; Yanagi, Y.; Watanabe, T.; Sato, Y.; Kimura, H. Molecular Basis of Epstein-Barr Virus Latency Establishment and Lytic Reactivation. Viruses 2021, 13, 2344. [Google Scholar] [CrossRef]

38. Lyu, L.; Li, Q.; Wang, C. EBV Latency Programs: Molecular and Epigenetic Regulation and Its Role in Disease Pathogenesis. J. Med. Virol. 2025, 97, e70501. [Google Scholar] [CrossRef]

39. Volaric, A.K.; Saleem, A.; Younes, S.F.; Zhao, S.; Natkunam, Y. Epstein-Barr virus latency patterns in polymorphic lymphoproliferative disorders and lymphomas in immunodeficiency settings: Diagnostic implications. Ann. Diagn. Pathol. 2024, 70, 152286. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

40. Iwakiri, D. Epstein-Barr Virus-Encoded RNAs: Key Molecules in Viral Pathogenesis. Cancers 2014, 6, 1615–1630. [Google Scholar] [CrossRef]

41. Young, L.S.; Rickinson, A.B. Epstein–Barr virus: 40 years on. Nat. Rev. Cancer 2004, 4, 757–768. [Google Scholar] [CrossRef]

42. Wang, L.; Ning, S. New Look of EBV LMP1 Signaling Landscape. Cancers 2021, 13, 5451. [Google Scholar] [CrossRef]

43. Vrazo, A.C.; Chauchard, M.; Raab-Traub, N.; Longnecker, R. Epstein-Barr virus LMP2A reduces hyperactivation induced by LMP1 to restore normal B cell phenotype in transgenic mice. PLoS Pathog. 2012, 8, e1002662. [Google Scholar] [CrossRef]

44. Incrocci, R.; Monroy Del Toro, R.; Devitt, G.; Salimian, M.; Braich, K.; Swanson-Mungerson, M. Epstein–Barr Virus Latent Membrane Protein 2A (LMP2A) Enhances ATP Production in B Cell Tumors through mTOR and HIF-1α. Int. J. Mol. Sci. 2024, 25, 3944. [Google Scholar] [CrossRef]

45. Wasil, L.R.; Wei, L.; Chang, C.; Lan, L.; Shair, K.H. Regulation of DNA Damage Signaling and Cell Death Responses by Epstein-Barr Virus Latent Membrane Protein 1 (LMP1) and LMP2A in Nasopharyngeal Carcinoma Cells. J. Virol. 2015, 89, 7612–7624. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

46. Kempkes, B.; Robertson, E.S. Epstein-Barr virus latency: Current and future perspectives. Curr. Opin. Virol. 2015, 14, 138–144. [Google Scholar] [CrossRef]

47. Bentz Gretchen, L.; Moss Charles, R.; Whitehurst Christopher, B.; Moody Cary, A.; Pagano Joseph, S. LMP1-Induced Sumoylation Influences the Maintenance of Epstein-Barr Virus Latency through KAP1. J. Virol. 2015, 89, 7465–7477. [Google Scholar] [CrossRef]

48. Martin, K.A.; Lupey, L.N.; Tempera, I. Epstein-Barr Virus Oncoprotein LMP1 Mediates Epigenetic Changes in Host Gene Expression through PARP1. J. Virol. 2016, 90, 8520–8530. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

49. Bentz Gretchen, L.; Shackelford, J.; Pagano Joseph, S. Epstein-Barr Virus Latent Membrane Protein 1 Regulates the Function of Interferon Regulatory Factor 7 by Inducing Its Sumoylation. J. Virol. 2012, 86, 12251–12261. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

50. Kondo, S.; Okabe, A.; Nakagawa, T.; Matsusaka, K.; Fukuyo, M.; Rahmutulla, B.; Dochi, H.; Mizokami, H.; Kitagawa, Y.; Kurokawa, T.; et al. Repression of DERL3 via DNA methylation by Epstein-Barr virus latent membrane protein 1 in nasopharyngeal carcinoma. Biochim. Biophys. Acta Mol. Basis Dis. 2023, 1869, 166598. [Google Scholar] [CrossRef]

51. Peng, H.; Chen, Y.; Gong, P.; Cai, L.; Lyu, X.; Jiang, Q.; Wang, J.; Lu, J.; Yao, K.; Liu, K.; et al. Higher methylation intensity induced by EBV LMP1 via NF-κB/DNMT3b signaling contributes to silencing of PTEN gene. Oncotarget 2016, 7, 40025–40037. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

52. Birdwell Christine, E.; Queen Krista, J.; Kilgore Phillip, C.S.R.; Rollyson, P.; Trutschl, M.; Cvek, U.; Scott Rona, S. Genome-Wide DNA Methylation as an Epigenetic Consequence of Epstein-Barr Virus Infection of Immortalized Keratinocytes. J. Virol. 2014, 88, 11442–11458. [Google Scholar] [CrossRef]

53. Xie, J.; Wang, Z.; Fan, W.; Liu, Y.; Liu, F.; Wan, X.; Liu, M.; Wang, X.; Zeng, D.; Wang, Y.; et al. Targeting cancer cell plasticity by HDAC inhibition to reverse EBV-induced dedifferentiation in nasopharyngeal carcinoma. Signal Transduct. Target. Ther. 2021, 6, 333. [Google Scholar] [CrossRef]

54. Hung, C.-H.; Chen, L.-W.; Wang, W.-H.; Chang, P.-J.; Chiu, Y.-F.; Hung, C.-C.; Lin, Y.-J.; Liou, J.-Y.; Tsai, W.-J.; Hung, C.-L.; et al. Regulation of Autophagic Activation by Rta of Epstein-Barr Virus via the Extracellular Signal-Regulated Kinase Pathway. J. Virol. 2014, 88, 12133–12145. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

55. Xu, S.; Zhou, Z.; Peng, X.; Tao, X.; Zhou, P.; Zhang, K.; Peng, J.; Li, D.; Shen, L.; Yang, L. EBV-LMP1 promotes radioresistance by inducing protective autophagy through BNIP3 in nasopharyngeal carcinoma. Cell Death Dis. 2021, 12, 344. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

56. Lin, H.C.; Chang, Y.; Chen, R.Y.; Hung, L.Y.; Chen, P.C.; Chen, Y.P.; Medeiros, L.J.; Chiang, P.M.; Chang, K.C. Epstein-Barr virus latent membrane protein-1 upregulates autophagy and promotes viability in Hodgkin lymphoma: Implications for targeted therapy. Cancer Sci. 2021, 112, 1589–1602. [Google Scholar] [CrossRef]

57. Lee, D.Y.; Sugden, B. The latent membrane protein 1 oncogene modifies B-cell physiology by regulating autophagy. Oncogene 2008, 27, 2833–2842. [Google Scholar] [CrossRef]

58. Pratt, Z.L.; Zhang, J.; Sugden, B. The latent membrane protein 1 (LMP1) oncogene of Epstein-Barr virus can simultaneously induce and inhibit apoptosis in B cells. J. Virol. 2012, 86, 4380–4393. [Google Scholar] [CrossRef]

59. Granato, M.; Santarelli, R.; Farina, A.; Gonnella, R.; Lotti, L.V.; Faggioni, A.; Cirone, M. Epstein-barr virus blocks the autophagic flux and appropriates the autophagic machinery to enhance viral replication. J. Virol. 2014, 88, 12715–12726. [Google Scholar] [CrossRef]

60. Zhao, X.; Shi, D.; Sun, L.; Gong, Z.; Liu, W.; Zhang, Y.; Luo, B. Epstein-Barr virus modulates iron metabolism and ferritin expression to promote tumorigenesis in gastric cancer. J. Mol. Histol. 2025, 56, 231. [Google Scholar] [CrossRef]

61. Liu, D.; Shi, D.; Xu, L.; Sun, L.; Liu, S.; Luo, B. LMP2A inhibits the expression of KLF5 through the mTORC1 pathway in EBV-associated gastric carcinoma. Virus Res. 2022, 315, 198792, Erratum in Virus Res. 2022, 318, 198828. [Google Scholar] [CrossRef]

62. Imajoh, M.; Hashida, Y.; Murakami, M.; Maeda, A.; Sato, T.; Fujieda, M.; Wakiguchi, H.; Daibata, M. Characterization of Epstein-Barr virus (EBV) BZLF1 gene promoter variants and comparison of cellular gene expression profiles in Japanese patients with infectious mononucleosis, chronic active EBV infection, and EBV-associated hemophagocytic lymphohistiocytosis. J. Med. Virol. 2012, 84, 940–946. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

63. Kim, J.Y.; Min, Y.J.; Lee, M.H.; An, Y.R.; Ashktorab, H.; Smoot, D.T.; Kwon, S.W.; Lee, S.K. Ceramide promotes lytic reactivation of Epstein-Barr virus in gastric carcinoma. J. Virol. 2024, 98, e0177623. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

64. Vilmen, G.; Glon, D.; Siracusano, G.; Lussignol, M.; Shao, Z.; Hernandez, E.; Perdiz, D.; Quignon, F.; Mouna, L.; Poüs, C.; et al. BHRF1, a BCL2 viral homolog, disturbs mitochondrial dynamics and stimulates mitophagy to dampen type I IFN induction. Autophagy 2021, 17, 1296–1315. [Google Scholar] [CrossRef]

65. Ylä-Anttila, P.; Gupta, S.; Masucci, M.G. The Epstein-Barr virus deubiquitinase BPLF1 targets SQSTM1/p62 to inhibit selective autophagy. Autophagy 2021, 17, 3461–3474. [Google Scholar] [CrossRef]

66. Sharp, T.V.; Schwemmle, M.; Jeffrey, I.; Laing, K.; Mellor, H.; Proud, C.G.; Hilse, K.; Clemens, M.J. Comparative analysis of the regulation of the interferoninducible protein kinase PKR by Epstein—Barr virus RNAs EBER-1 and EBER-2 and adenovirus VA, RNA. Nucleic Acids Res. 1993, 21, 4483–4490. [Google Scholar] [CrossRef]

67. Geiger, T.R.; Martin, J.M. The Epstein-Barr virus-encoded LMP-1 oncoprotein negatively affects Tyk2 phosphorylation and interferon signaling in human B cells. J. Virol. 2006, 80, 11638–11650. [Google Scholar] [CrossRef]

68. Bentz, G.L.; Liu, R.; Hahn, A.M.; Shackelford, J.; Pagano, J.S. Epstein–Barr virus BRLF1 inhibits transcription of IRF3 and IRF7 and suppresses induction of interferon-β. Virology 2010, 402, 121–128. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

69. Hahn Angela, M.; Huye Leslie, E.; Ning, S.; Webster-Cyriaque, J.; Pagano Joseph, S. Interferon Regulatory Factor 7 Is Negatively Regulated by the Epstein-Barr Virus Immediate-Early Gene, BZLF-1. J. Virol. 2005, 79, 10040–10052. [Google Scholar] [CrossRef]

70. van Gent, M.; Braem, S.G.E.; de Jong, A.; Delagic, N.; Peeters, J.G.C.; Boer, I.G.J.; Moynagh, P.N.; Kremmer, E.; Wiertz, E.J.; Ovaa, H.; et al. Epstein-Barr Virus Large Tegument Protein BPLF1 Contributes to Innate Immune Evasion through Interference with Toll-Like Receptor Signaling. PLoS Pathog. 2014, 10, e1003960. [Google Scholar] [CrossRef]

71. Saito, S.; Murata, T.; Kanda, T.; Isomura, H.; Narita, Y.; Sugimoto, A.; Kawashima, D.; Tsurumi, T. Epstein-Barr Virus Deubiquitinase Downregulates TRAF6-Mediated NF-κB Signaling during Productive Replication. J. Virol. 2013, 87, 4060–4070. [Google Scholar] [CrossRef]

72. Lui, W.-Y.; Bharti, A.; Wong, N.-H.M.; Jangra, S.; Botelho, M.G.; Yuen, K.-S.; Jin, D.-Y. Suppression of cGAS- and RIG-I-mediated innate immune signaling by Epstein-Barr virus deubiquitinase BPLF1. PLoS Pathog. 2023, 19, e1011186. [Google Scholar] [CrossRef]

73. Jangra, S.; Bharti, A.; Lui, W.-Y.; Chaudhary, V.; Botelho, M.G.; Yuen, K.-S.; Jin, D.-Y. Suppression of JAK-STAT signaling by Epstein-Barr virus tegument protein BGLF2 through recruitment of SHP1 phosphatase and promotion of STAT2 degradation. J. Virol. 2021, 95, e0102721. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

74. Liu, X.; Cohen, J.I. Epstein-Barr Virus (EBV) Tegument Protein BGLF2 Promotes EBV Reactivation through Activation of the p38 Mitogen-Activated Protein Kinase. J. Virol. 2016, 90, 1129–1138. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

75. Wu, L.; Fossum, E.; Joo, C.H.; Inn, K.-S.; Shin, Y.C.; Johannsen, E.; Hutt-Fletcher, L.M.; Hass, J.; Jung, J.U. Epstein-Barr virus LF2: An antagonist to type I interferon. J. Virol. 2009, 83, 1140–1146. [Google Scholar] [CrossRef]

76. Wang, J.-T.; Doong, S.-L.; Teng, S.-C.; Lee, C.-P.; Tsai, C.-H.; Chen, M.-R. Epstein-Barr virus BGLF4 kinase suppresses the interferon regulatory factor 3 signaling pathway. J. Virol. 2009, 83, 1856–1869. [Google Scholar] [CrossRef]

77. Wang, P.; Deng, Y.; Guo, Y.; Xu, Z.; Li, Y.; Ou, X.; Xie, L.; Lu, M.; Zhong, J.; Li, B.; et al. Epstein-Barr Virus Early Protein BFRF1 Suppresses IFN-β Activity by Inhibiting the Activation of IRF3. Front. Immunol. 2020, 11, 513383. [Google Scholar] [CrossRef]

78. van Gent, M.; Gram, A.M.; Boer, I.G.J.; Geerdink, R.J.; Lindenbergh, M.F.S.; Lebbink, R.J.; Wiertz, E.J.; Ressing, M.E. Silencing the shutoff protein of Epstein–Barr virus in productively infected B cells points to (innate) targets for immune evasion. J. Gen. Virol. 2015, 96, 858–865. [Google Scholar] [CrossRef]

79. van Gent, M.; Griffin, B.D.; Berkhoff, E.G.; van Leeuwen, D.; Boer, I.G.; Buisson, M.; Hartgers, F.C.; Burmeister, W.P.; Wiertz, E.J.; Ressing, M.E. EBV lytic-phase protein BGLF5 contributes to TLR9 downregulation during productive infection. J. Immunol. 2011, 186, 1694–1702. [Google Scholar] [CrossRef]

80. Valentine, R.; Dawson, C.W.; Hu, C.; Shah, K.M.; Owen, T.J.; Date, K.L.; Maia, S.P.; Shao, J.; Arrand, J.R.; Young, L.S.; et al. Epstein-Barr virus-encoded EBNA1 inhibits the canonical NF-κB pathway in carcinoma cells by inhibiting IKK phosphorylation. Mol. Cancer 2010, 9, 1. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

81. Chen, T.; Wang, Y.; Xu, Z.; Zou, X.; Wang, P.; Ou, X.; Li, Y.; Peng, T.; Chen, D.; Li, M.; et al. Epstein-Barr virus tegument protein BGLF2 inhibits NF-κB activity by preventing p65 Ser536 phosphorylation. FASEB J. 2019, 33, 10563–10576. [Google Scholar] [CrossRef]

82. Li, Y.; Long, X.; Huang, L.; Yang, M.; Yuan, Y.; Wang, Y.; Delecluse, H.-J.; Kuang, E. Epstein-Barr Virus BZLF1-Mediated Downregulation of Proinflammatory Factors Is Essential for Optimal Lytic Viral Replication. J. Virol. 2015, 90, 887–903. [Google Scholar] [CrossRef]

83. Chang, L.-S.; Wang, J.-T.; Doong, S.-L.; Lee, C.-P.; Chang, C.-W.; Tsai, C.-H.; Yeh, S.-W.; Hsieh, C.-Y.; Chen, M.-R. Epstein-Barr Virus BGLF4 Kinase Downregulates NF-κB Transactivation through Phosphorylation of Coactivator UXT. J. Virol. 2012, 86, 12176–12186. [Google Scholar] [CrossRef]

84. Rancan, C.; Schirrmann, L.; Hüls, C.; Zeidler, R.; Moosmann, A. Latent Membrane Protein LMP2A Impairs Recognition of EBV-Infected Cells by CD8+ T Cells. PLoS Pathog. 2015, 11, e1004906. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

85. Dukers, D.F.; Meij, P.; Vervoort, M.B.; Vos, W.; Scheper, R.J.; Meijer, C.J.; Bloemena, E.; Middeldorp, J.M. Direct immunosuppressive effects of EBV-encoded latent membrane protein 1. J. Immunol. 2000, 165, 663–670. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

86. Samanta, M.; Iwakiri, D.; Takada, K. Epstein-Barr virus-encoded small RNA induces IL-10 through RIG-I-mediated IRF-3 signaling. Oncogene 2008, 27, 4150–4160. [Google Scholar] [CrossRef]

87. Jochum, S.; Moosmann, A.; Lang, S.; Hammerschmidt, W.; Zeidler, R. The EBV Immunoevasins vIL-10 and BNLF2a Protect Newly Infected B Cells from Immune Recognition and Elimination. PLoS Pathog. 2012, 8, e1002704. [Google Scholar] [CrossRef]

88. Hoebe, E.K.; Le Large, T.Y.; Tarbouriech, N.; Oosterhoff, D.; De Gruijl, T.D.; Middeldorp, J.M.; Greijer, A.E. Epstein-Barr virus-encoded BARF1 protein is a decoy receptor for macrophage colony stimulating factor and interferes with macrophage differentiation and activation. Viral Immunol. 2012, 25, 461–470. [Google Scholar] [CrossRef]

89. Li, L. Epstein-Barr virus inhibits the development of dendritic cells by promoting apoptosis of their monocyte precursors in the presence of granulocyte macrophage-colony-stimulating factor and interleukin-4. Blood 2002, 99, 3725–3734. [Google Scholar] [CrossRef]

90. Liu, X.; Li, Y.; Peng, S.; Yu, X.; Li, W.; Shi, F.; Luo, X.; Tang, M.; Tan, Z.; Bode, A.M.; et al. Epstein-Barr virus encoded latent membrane protein 1 suppresses necroptosis through targeting RIPK1/3 ubiquitination. Cell Death Dis. 2018, 9, 53. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

91. Zeng, M.; Chen, Y.; Jia, X.; Liu, Y. The Anti-Apoptotic Role of EBV-LMP1 in Lymphoma Cells. Cancer Manag. Res. 2020, 12, 8801–8811. [Google Scholar] [CrossRef]

92. Gregorovic, G.; Bosshard, R.; Karstegl, C.E.; White, R.E.; Pattle, S.; Chiang, A.K.; Dittrich-Breiholz, O.; Kracht, M.; Russ, R.; Farrell, P.J. Cellular gene expression that correlates with EBER expression in Epstein-Barr Virus-infected lymphoblastoid cell lines. J. Virol. 2011, 85, 3535–3545. [Google Scholar] [CrossRef]

93. Ruf, I.K.; Lackey, K.A.; Warudkar, S.; Sample, J.T. Protection from interferon-induced apoptosis by Epstein-Barr virus small RNAs is not mediated by inhibition of PKR. J. Virol. 2005, 79, 14562–14569. [Google Scholar] [CrossRef]

94. Fukuda, M.; Longnecker, R. Epstein-Barr Virus (EBV) Latent Membrane Protein 2A Regulates B-Cell Receptor-Induced Apoptosis and EBV Reactivation through Tyrosine Phosphorylation. J. Virol. 2005, 79, 8655–8660. [Google Scholar] [CrossRef]

95. Tagawa, T.; Albanese, M.; Bouvet, M.; Moosmann, A.; Mautner, J.; Heissmeyer, V.; Zielinski, C.; Lutter, D.; Hoser, J.; Hastreiter, M.; et al. Epstein-Barr viral miRNAs inhibit antiviral CD4⁺ T cell responses targeting IL-12 and peptide processing. J. Exp. Med. 2016, 213, 2065–2080. [Google Scholar] [CrossRef]

96. Abou Harb, M.; Meckes, D.G., Jr.; Sun, L. Epstein-Barr virus LMP1 enhances levels of large extracellular vesicle-associated PD-L1. J. Virol. 2023, 97, e0021923. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

97. Ressing, M.E.; van Leeuwen, D.; Verreck, F.A.; Keating, S.; Gomez, R.; Franken, K.L.; Ottenhoff, T.H.; Spriggs, M.; Schumacher, T.N.; Hutt-Fletcher, L.M.; et al. Epstein-Barr virus gp42 is posttranslationally modified to produce soluble gp42 that mediates HLA class II immune evasion. J. Virol. 2005, 79, 841–852. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

98. Ressing, M.E.; van Leeuwen, D.; Verreck, F.A.; Gomez, R.; Heemskerk, B.; Toebes, M.; Mullen, M.M.; Jardetzky, T.S.; Longnecker, R.; Schilham, M.W.; et al. Interference with T cell receptor-HLA-DR interactions by Epstein-Barr virus gp42 results in reduced T helper cell recognition. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2003, 100, 11583–11588. [Google Scholar] [CrossRef]

99. Quinn, L.L.; Williams, L.R.; White, C.; Forrest, C.; Zuo, J.; Rowe, M. The Missing Link in Epstein-Barr Virus Immune Evasion: The BDLF3 Gene Induces Ubiquitination and Downregulation of Major Histocompatibility Complex Class I (MHC-I) and MHC-II. J. Virol. 2016, 90, 356–367. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

100.            Murata, T.; Tsurumi, T. Epigenetic modification of the Epstein-Barr virus BZLF1 promoter regulates viral reactivation from latency. Front. Genet. 2013, 4, 53. [Google Scholar] [CrossRef]

101.            Woellmer, A.; Arteaga-Salas, J.M.; Hammerschmidt, W. BZLF1 Governs CpG-Methylated Chromatin of Epstein-Barr Virus Reversing Epigenetic Repression. PLoS Pathog. 2012, 8, e1002902. [Google Scholar] [CrossRef]

102.            Lupey-Green, L.N.; Caruso, L.B.; Madzo, J.; Martin, K.A.; Tan, Y.; Hulse, M.; Tempera, I. PARP1 Stabilizes CTCF Binding and Chromatin Structure To Maintain Epstein-Barr Virus Latency Type. J. Virol. 2018, 92, e00755-18. [Google Scholar] [CrossRef]

103.            Lupey-Green, L.N.; Moquin, S.A.; Martin, K.A.; McDevitt, S.M.; Hulse, M.; Caruso, L.B.; Pomerantz, R.T.; Miranda, J.L.; Tempera, I. PARP1 restricts Epstein Barr Virus lytic reactivation by binding the BZLF1 promoter. Virology 2017, 507, 220–230. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

104.            Ellis, A.L.; Wang, Z.; Yu, X.; Mertz, J.E. Either ZEB1 or ZEB2/SIP1 can play a central role in regulating the Epstein-Barr virus latent-lytic switch in a cell-type-specific manner. J. Virol. 2010, 84, 6139–6152. [Google Scholar] [CrossRef]

105.            Swenson, J.J.; Holley-Guthrie, E.; Kenney, S.C. Epstein-Barr virus immediate-early protein BRLF1 interacts with CBP, promoting enhanced BRLF1 transactivation. J. Virol. 2001, 75, 6228–6234. [Google Scholar] [CrossRef]

106.            Zerby, D.; Chen, C.J.; Poon, E.; Lee, D.; Shiekhattar, R.; Lieberman, P.M. The amino-terminal C/H1 domain of CREB binding protein mediates zta transcriptional activation of latent Epstein-Barr virus. Mol. Cell Biol. 1999, 19, 1617–1626. [Google Scholar] [CrossRef][Green Version]

107.            Chen, C.J.; Deng, Z.; Kim, A.Y.; Blobel, G.A.; Lieberman, P.M. Stimulation of CREB binding protein nucleosomal histone acetyltransferase activity by a class of transcriptional activators. Mol. Cell Biol. 2001, 21, 476–487. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

108.            Feederle, R.; Kost, M.; Baumann, M.; Janz, A.; Drouet, E.; Hammerschmidt, W.; Delecluse, H.J. The Epstein-Barr virus lytic program is controlled by the co-operative functions of two transactivators. EMBO J. 2000, 19, 3080–3089. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

109.            Kenney, S.C. Reactivation and lytic replication of EBV. In Human Herpesviruses: Biology, Therapy, and Immunoprophylaxis; Arvin, A., Campadelli-Fiume, G., Mocarski, E., Moore, P.S., Roizman, B., Whitley, R., Yamanishi, K., Eds.; Chapter 25; Cambridge University Press: Cambridge, UK, 2007. [Google Scholar]

110.            Tsurumi, T.; Kobayashi, A.; Tamai, K.; Yamada, H.; Daikoku, T.; Yamashita, Y.; Nishiyama, Y. Epstein-Barr virus single-stranded DNA-binding protein: Purification, characterization, and action on DNA synthesis by the viral DNA polymerase. Virology 1996, 222, 352–364. [Google Scholar] [CrossRef]

111.            Wang’ondu, R.; Teal, S.; Park, R.; Heston, L.; Delecluse, H.; Miller, G. DNA Damage Signaling Is Induced in the Absence of Epstein—Barr Virus (EBV) Lytic DNA Replication and in Response to Expression of ZEBRA. PLoS ONE 2015, 10, e0126088. [Google Scholar] [CrossRef]

112.            Griffin, B.D.; Gram, A.M.; Mulder, A.; Van Leeuwen, D.; Claas, F.H.; Wang, F.; Ressing, M.E.; Wiertz, E. EBV BILF1 evolved to downregulate cell surface display of a wide range of HLA class I molecules through their cytoplasmic tail. J. Immunol. 2013, 190, 1672–1684. [Google Scholar] [CrossRef]

113.            Dorothea, M.; Xie, J.; Yiu, S.P.; Chiang, A.K. Contribution of Epstein–Barr Virus Lytic Proteins to Cancer Hallmarks and Implications from Other Oncoviruses. Cancers 2023, 15, 2120. [Google Scholar] [CrossRef]

114.            Lee, S.; Kim, J.; Chung, W.C.; Han, J.H.; Song, M.J. Epstein-Barr Virus Viral Processivity Factor EA-D Facilitates Virus Lytic Replication by Inducing Poly(ADP-Ribose) Polymerase 1 Degradation. J. Virol. 2022, 96, e0037122. [Google Scholar] [CrossRef]

115.            Wycisk, A.I.; Lin, J.; Loch, S.; Hobohm, K.; Funke, J.; Wieneke, R.; Koch, J.; Skach, W.R.; Mayerhofer, P.U.; Tampé, R. Epstein-Barr viral BNLF2a protein hijacks the tail-anchored protein insertion machinery to block antigen processing by the transport complex TAP. J. Biol. Chem. 2011, 286, 41402–41412. [Google Scholar] [CrossRef]

116.            Croft, N.P.; Shannon-Lowe, C.; Bell, A.I.; Horst, D.; Kremmer, E.; Ressing, M.E.; Wiertz, E.J.H.J.; Middeldorp, J.M.; Rowe, M.; Rickinson, A.B.; et al. Stage-Specific Inhibition of MHC Class I Presentation by the Epstein-Barr Virus BNLF2a Protein during Virus Lytic Cycle. PLoS Pathog. 2009, 5, e1000490. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

117.            Kenney, S.C.; Mertz, J.E. Regulation of the latent-lytic switch in Epstein-Barr virus. Semin. Cancer Biol. 2014, 26, 60–68. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

118.            Li, R.; Zhu, J.; Xie, Z.; Liao, G.; Liu, J.; Chen, M.R.; Hu, S.; Woodard, C.; Lin, J.; Taverna, S.D.; et al. Conserved herpesvirus kinases target the DNA damage response pathway and TIP60 histone acetyltransferase to promote virus replication. Cell Host Microbe 2011, 10, 390–400. [Google Scholar] [CrossRef]

119.            Salamun, S.G.; Sitz, J.; De La Cruz-Herrera, C.F.; Yockteng-Melgar, J.; Marcon, E.; Greenblatt, J.; Fradet-Turcotte, A.; Frappier, L. The Epstein-Barr Virus BMRF1 Protein Activates Transcription and Inhibits the DNA Damage Response by Binding NuRD. J. Virol. 2019, 93, e01070-19. [Google Scholar] [CrossRef]

120.            Horst, D.; Burmeister, W.; Boer, I.; Leeuwen, D.; Buisson, M.; Gorbalenya, A.; Wiertz, E.; Ressing, M. The “Bridge” in the Epstein-Barr Virus Alkaline Exonuclease Protein BGLF5 Contributes to Shutoff Activity during Productive Infection. J. Virol. 2012, 86, 9175–9187. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

121.            Li, R.; Liao, G.; Nirujogi, R.S.; Pinto, S.M.; Shaw, P.G.; Huang, T.-C.; Wan, J.; Qian, J.; Gowda, H.; Wu, X.; et al. Phosphoproteomic Profiling Reveals Epstein-Barr Virus Protein Kinase Integration of DNA Damage Response and Mitotic Signaling. PLoS Pathog. 2016, 11, e1005346. [Google Scholar] [CrossRef]

122.            Matusali, G.; Arena, G.; De Leo, A.; Di Renzo, L.; Mattia, E. Inhibition of p38 MAP kinase pathway induces apoptosis and prevents Epstein Barr virus reactivation in Raji cells exposed to lytic cycle inducing compounds. Mol. Cancer 2009, 8, 18. [Google Scholar] [CrossRef]

123.            Liu, X.; Sadaoka, T.; Krogmann, T.; Cohen, J.I. Epstein-Barr Virus (EBV) Tegument Protein BGLF2 Suppresses Type I Interferon Signaling To Promote EBV Reactivation. J. Virol. 2020, 94, e00258-20. [Google Scholar] [CrossRef]

124.            Konishi, N.; Narita, Y.; Hijioka, F.; Masud, H.; Sato, Y.; Kimura, H.; Murata, T. BGLF2 Increases Infectivity of Epstein-Barr Virus by Activating AP-1 upon De Novo Infection. mSphere 2018, 3, e00138-18. [Google Scholar] [CrossRef]

125.            Sugimoto, A. Replication Compartments—The Great Survival Strategy for Epstein–Barr Virus Lytic Replication. Microorganisms 2022, 10, 896. [Google Scholar] [CrossRef]

126.            Hui, K.F.; Yiu, S.P.T.; Tam, K.P.; Chiang, A.K.S. Viral-Targeted Strategies Against EBV-Associated Lymphoproliferative Diseases. Front. Oncol. 2019, 9, 81. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

127.            Li, H.; Hu, J.; Luo, X.; Bode, A.M.; Dong, Z.; Cao, Y. Therapies based on targeting Epstein-Barr virus lytic replication for EBV-associated malignancies. Cancer Sci. 2018, 109, 2101–2108. [Google Scholar] [CrossRef]

128.            Daikoku, T.; Kudoh, A.; Fujita, M.; Sugaya, Y.; Isomura, H.; Shirata, N.; Tsurumi, T. Architecture of replication compartments formed during Epstein-Barr virus lytic replication. J. Virol. 2005, 79, 3409–3418. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

129.            Jacobson, J.G.; Martin, S.L.; Coen, D.M. A conserved open reading frame that overlaps the herpes simplex virus thymidine kinase gene is important for viral growth in cell culture. J. Virol. 1989, 63, 1839–1843. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

130.            Hume, A.J.; Kalejta, R.F. Regulation of the retinoblastoma proteins by the human herpesviruses. Cell Div. 2009, 4, 1. [Google Scholar] [CrossRef]

131.            Sato, Y.; Watanabe, T.; Suzuki, C.; Abe, Y.; Masud, H.; Inagaki, T.; Yoshida, M.; Suzuki, T.; Goshima, F.; Adachi, J.; et al. S-Like-Phase Cyclin-Dependent Kinases Stabilize the Epstein-Barr Virus BDLF4 Protein To Temporally Control Late Gene Transcription. J. Virol. 2019, 93, e01707-18. [Google Scholar] [CrossRef]

132.            Sanchez, E.L.; Lagunoff, M. Viral activation of cellular metabolism. Virology 2015, 479–480, 609–618. [Google Scholar] [CrossRef]

133.            Honess Robert, W.; Roizman, B. Regulation of Herpesvirus Macromolecular Synthesis I. Cascade Regulation of the Synthesis of Three Groups of Viral Proteins. J. Virol. 1974, 14, 8–19. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

134.            Gruffat, H.; Marchione, R.; Manet, E. Herpesvirus Late Gene Expression: A Viral-Specific Pre-initiation Complex Is Key. Front. Microbiol. 2016, 7, 869. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

135.            Archin, N.M.; Margolis, D.M. Emerging strategies to deplete the HIV reservoir. Curr. Opin. Infect. Dis. 2014, 27, 29–35. [Google Scholar] [CrossRef]

136.            Chakravorty, A.; Sugden, B.; Johannsen Eric, C. An Epigenetic Journey: Epstein-Barr Virus Transcribes Chromatinized and Subsequently Unchromatinized Templates during Its Lytic Cycle. J. Virol. 2019, 93, e02247-18. [Google Scholar] [CrossRef]

137.            Aubry, V.; Mure, F.; Mariamé, B.; Deschamps, T.; Wyrwicz Lucjan, S.; Manet, E.; Gruffat, H. Epstein-Barr Virus Late Gene Transcription Depends on the Assembly of a Virus-Specific Preinitiation Complex. J. Virol. 2014, 88, 12825–12838. [Google Scholar] [CrossRef]

138.            Rosemarie, Q.; Sugden, B. Epstein-Barr Virus: How Its Lytic Phase Contributes to Oncogenesis. Microorganisms 2020, 8, 1824. [Google Scholar] [CrossRef]

139.            Huang, W.; Bai, L.; Tang, H. Epstein-Barr virus infection: The micro and macro worlds. Virol. J. 2023, 20, 220. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

140.            Silva, J.d.M.; Alves, C.E.d.C.; Pontes, G.S. Epstein-Barr virus: The mastermind of immune chaos. Front. Immunol. 2024, 15, 1297994. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

141.            Li, H.; Lee, C.-Y.; Delecluse, H.-J. Epstein–Barr virus lytic replication and cancer. Curr. Opin. Virol. 2025, 70, 101438. [Google Scholar] [CrossRef]

142.            Murata, T.; Hotta, N.; Toyama, S.; Nakayama, S.; Chiba, S.; Isomura, H.; Ohshima, T.; Kanda, T.; Tsurumi, T. Transcriptional repression by sumoylation of Epstein-Barr virus BZLF1 protein correlates with association of histone deacetylase. J. Biol. Chem. 2010, 285, 23925–23935. [Google Scholar] [CrossRef]

143.            Everett, R.D.; Chelbi-Alix, M.K. PML and PML nuclear bodies: Implications in antiviral defence. Biochimie 2007, 89, 819–830. [Google Scholar] [CrossRef]

144.            Wang, W.H.; Kuo, C.W.; Chang, L.K.; Hung, C.C.; Chang, T.H.; Liu, S.T. Assembly of Epstein-Barr Virus Capsid in Promyelocytic Leukemia Nuclear Bodies. J. Virol. 2015, 89, 8922–8931. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

145.            Lewis, P.W.; Elsaesser, S.J.; Noh, K.M.; Stadler, S.C.; Allis, C.D. Daxx is an H3.3-specific histone chaperone and cooperates with ATRX in replication-independent chromatin assembly at telomeres. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107, 14075–14080. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

146.            Sinclair, A.J. Could Changing the DNA Methylation Landscape Promote the Destruction of Epstein-Barr Virus-Associated Cancers? Front. Cell. Infect. Microbiol. 2021, 11, 695093. [Google Scholar] [CrossRef]

147.            Namba-Fukuyo, H.; Funata, S.; Matsusaka, K.; Fukuyo, M.; Rahmutulla, B.; Mano, Y.; Fukayama, M.; Aburatani, H.; Kaneda, A. TET2 functions as a resistance factor against DNA methylation acquisition during Epstein-Barr virus infection. Oncotarget 2016, 7, 81512–81526. [Google Scholar] [CrossRef]

148.            Mounce, B.C.; Mboko, W.P.; Bigley, T.M.; Terhune, S.S.; Tarakanova, V.L. A conserved gammaherpesvirus protein kinase targets histone deacetylases 1 and 2 to facilitate viral replication in primary macrophages. J. Virol. 2013, 87, 7314–7325, Erratum in J. Virol. 2017, 92, e01601-17. [Google Scholar] [CrossRef][Green Version]

149.            El-Guindy, A.; Lopez-Giraldez, F.; Delecluse, H.J.; McKenzie, J.; Miller, G. A locus encompassing the Epstein-Barr virus bglf4 kinase regulates expression of genes encoding viral structural proteins. PLoS Pathog. 2014, 10, e1004307. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed][Green Version]

150.            Rowe, M.; Glaunsinger, B.; van Leeuwen, D.; Zuo, J.; Sweetman, D.; Ganem, D.; Middeldorp, J.; Wiertz, E.J.H.J.; Ressing, M.E. Host shutoff during productive Epstein–Barr virus infection is mediated by BGLF5 and may contribute to immune evasion. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, 3366–3371. [Google Scholar] [CrossRef]

151.            Casco, A.; Johannsen, E. EBV Reactivation from Latency Is a Degrading Experience for the Host. Viruses 2023, 15, 726. [Google Scholar] [CrossRef]

152.            Casco, A.; Ohashi, M.; Johannsen, E. Epstein-Barr virus induces host shutoff extensively via BGLF5-independent mechanisms. Cell Rep. 2024, 43, 114743. [Google Scholar] [CrossRef]

153.            Huang, H.; Deng, Z.; Vladimirova, O.; Wiedmer, A.; Lu, F.; Lieberman, P.M.; Patel, D.J. Structural basis underlying viral hijacking of a histone chaperone complex. Nat. Commun. 2016, 7, 12707. [Google Scholar] [CrossRef]

154.            Luo, Y.; Liu, Y.; Wang, C.; Gan, R. Signaling pathways of EBV-induced oncogenesis. Cancer Cell Int. 2021, 21, 93. [Google Scholar] [CrossRef]

155.            Adamson, A.L.; Darr, D.; Holley-Guthrie, E.; Johnson, R.A.; Mauser, A.; Swenson, J.; Kenney, S. Epstein-Barr virus immediate-early proteins BZLF1 and BRLF1 activate the ATF2 transcription factor by increasing the levels of phosphorylated p38 and c-Jun N-terminal kinases. J. Virol. 2000, 74, 1224–1233. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

156.            Mogensen Trine, H.; Paludan Søren, R. Molecular Pathways in Virus-Induced Cytokine Production. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2001, 65, 131–150. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

157.            Darr, C.D.; Mauser, A.; Kenney, S. Epstein-Barr virus immediate-early protein BRLF1 induces the lytic form of viral replication through a mechanism involving phosphatidylinositol-3 kinase activation. J. Virol. 2001, 75, 6135–6142. [Google Scholar] [CrossRef]

158.            Lee, Y.H.; Chiu, Y.F.; Wang, W.H.; Chang, L.K.; Liu, S.T. Activation of the ERK signal transduction pathway by Epstein-Barr virus immediate-early protein Rta. J. Gen. Virol. 2008, 89, 2437–2446. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

159.            Indari, O.; Kumar Singh, A.; Tiwari, D.; Chandra Jha, H.; Nath Jha, A. Deciphering antiviral efficacy of malaria box compounds against malaria exacerbating viral pathogens- Epstein Barr virus and SARS-CoV-2, an in silico study. Med. Drug Discov. 2022, 16, 100146. [Google Scholar] [CrossRef]

160.            Shoeran, G.; Anand, N. Interplay of autophagy and Th1/Th2-mediated macrophage polarization in host-pathogen dynamics. Front. Cell Infect. Microbiol. 2025, 15, 1679514. [Google Scholar] [CrossRef]

161.            Henry, E.K.; Inclan-Rico, J.M.; Siracusa, M.C. Type 2 cytokine responses: Regulating immunity to helminth parasites and allergic inflammation. Curr. Pharmacol. Rep. 2017, 3, 346–359. [Google Scholar] [CrossRef]

162.            Kumar, V. Cytotoxic T Cells: Kill, Memorize, and Mask to Maintain Immune Homeostasis. Int. J. Mol. Sci. 2025, 26, 8788. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

163.            Glaser, R.; Pearl, D.K.; Kiecolt-Glaser, J.K.; Malarkey, W.B. Plasma cortisol levels and reactivation of latent Epstein-Barr virus in response to examination stress. Psychoneuroendocrinology 1994, 19, 765–772. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

164.            Coskun, O.; Sener, K.; Kilic, S.; Erdem, H.; Yaman, H.; Besirbellioglu, A.B.; Gul, H.C.; Eyigun, C.P. Stress-related Epstein-Barr virus reactivation. Clin. Exp. Med. 2010, 10, 15–20. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

165.            Glaser, R.; Padgett, D.A.; Litsky, M.L.; Baiocchi, R.A.; Yang, E.V.; Chen, M.; Yeh, P.E.; Klimas, N.G.; Marshall, G.D.; Whiteside, T.; et al. Stress-associated changes in the steady-state expression of latent Epstein-Barr virus: Implications for chronic fatigue syndrome and cancer. Brain Behav. Immun. 2005, 19, 91–103. [Google Scholar] [CrossRef]

166.            Glaser, R.; Pearson, G.R.; Bonneau, R.H.; Esterling, B.A.; Atkinson, C.; Kiecolt-Glaser, J.K. Stress and the memory T-cell response to the Epstein-Barr virus in healthy medical students. Health Psychol. 1993, 12, 435–442. [Google Scholar] [CrossRef]

167.            Jaremka, L.M.; Glaser, R.; Malarkey, W.B.; Kiecolt-Glaser, J.K. Marital distress prospectively predicts poorer cellular immune function. Psychoneuroendocrinology 2013, 38, 2713–2719. [Google Scholar] [CrossRef]

168.            Fagundes, C.P.; Jaremka, L.M.; Glaser, R.; Alfano, C.M.; Povoski, S.P.; Lipari, A.M.; Agnese, D.M.; Yee, L.D.; Carson, W.E., 3rd; Farrar, W.B.; et al. Attachment anxiety is related to Epstein-Barr virus latency. Brain Behav. Immun. 2014, 41, 232–238. [Google Scholar] [CrossRef]

169.            Yang, E.V.; Webster Marketon, J.I.; Chen, M.; Lo, K.W.; Kim, S.J.; Glaser, R. Glucocorticoids activate Epstein Barr virus lytic replication through the upregulation of immediate early BZLF1 gene expression. Brain Behav. Immun. 2010, 24, 1089–1096. [Google Scholar] [CrossRef]

170.            Li, X.; Brown, K.; Honeyfield, K.; Hunter-Schlichting, D.; Gruner, M.; Blackstad, M.; Schleiss, M.R.; Teoh, D.; Geller, M.A.; Nelson, H.H.; et al. Assessment of Active Cytomegalovirus (CMV) and Epstein-Barr Virus (EBV) Infections and Patient Reported Fatigue in Ovarian Cancer Survivors. Cancer Rep. 2025, 8, e70380. [Google Scholar] [CrossRef]

171.            Ding, Y.; Ru, Y.; Song, T.; Guo, L.; Zhang, X.; Zhu, J.; Li, C.; Jin, Z.; Huang, H.; Tu, Y.; et al. Epstein-Barr virus and cytomegalovirus reactivation after allogeneic hematopoietic cell transplantation in patients with non-Hodgkin lymphoma: The prevalence and impacts on outcomes: EBV and CMV reactivation post allo-HCT in NHL. Ann. Hematol. 2021, 100, 2773–2785. [Google Scholar] [CrossRef]

172.            Mahajan, S.; Mahajan, S.; Patgiri, S. Association and Interaction of Epstein-Barr Virus with SARS-CoV-2 Infection-A Review. Viruses 2025, 17, 903. [Google Scholar] [CrossRef]

173.            Singh, M.; Kaur, M.; Dogra, G.; Awasthi, V.; Dua, A. A Case of Prolonged SARS-CoV-2 Shedding and HIV Co-infection: Clinical and Diagnostic Challenges. Infect. Disord. Drug Targets, 2025; early view. [CrossRef]

174.            Li, S.; Niu, Y.; Ning, J. Evolution’s double-edged sword: SARS-CoV-2 adaptation in HIV reveals nature’s safety valve. Lancet Microbe 2025, 6, 101212. [Google Scholar] [CrossRef]

175.            Michalak, K.P.; Michalak, A.Z. Understanding chronic inflammation: Couplings between cytokines, ROS, NO, Ca²⁺(i), HIF-1alpha, Nrf2 and autophagy. Front. Immunol. 2025, 16, 1558263. [Google Scholar] [CrossRef]

176.            Michalak, K.P.; Michalak, A.Z.; Brenk-Krakowska, A. Acute COVID-19 and LongCOVID syndrome—Molecular implications for therapeutic strategies—Review. Front. Immunol. 2025, 16, 1582783. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

177.            Chen, D.; Zhang, H. Autophagy in severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 infection. Curr. Opin. Physiol. 2022, 29, 100596. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

178.            Chen, T.; Tu, S.; Ding, L.; Jin, M.; Chen, H.; Zhou, H. The role of autophagy in viral infections. J. Biomed. Sci. 2023, 30, 5. [Google Scholar] [CrossRef]

179.            Mouna, L.; Hernandez, E.; Bonte, D.; Brost, R.; Amazit, L.; Delgui, L.R.; Brune, W.; Geballe, A.P.; Beau, I.; Esclatine, A. Analysis of the role of autophagy inhibition by two complementary human cytomegalovirus BECN1/Beclin 1-binding proteins. Autophagy 2016, 12, 327–342. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

180.            Shahnazaryan, D.; Khalil, R.; Wynne, C.; Jefferies, C.A.; Gabhann-Dromgoole, J.N.; Murphy, C.C. Herpes simplex virus 1 targets IRF7 via ICP0 to limit type I IFN induction. Sci. Rep. 2020, 10, 22216. [Google Scholar] [CrossRef]

181.            Danastas, K.; Miranda-Saksena, M.; Cunningham, A.L. Herpes Simplex Virus Type 1 Interactions with the Interferon System. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 5150. [Google Scholar] [CrossRef]

182.            Albright, E.R.; Mickelson, C.K.; Kalejta, R.F. Human Cytomegalovirus UL138 Protein Inhibits the STING Pathway and Reduces Interferon Beta mRNA Accumulation during Lytic and Latent Infections. mBio 2021, 12, e0226721. [Google Scholar] [CrossRef]

183.            Li, W.; Avey, D.; Fu, B.; Wu, J.J.; Ma, S.; Liu, X.; Zhu, F. Kaposi’s Sarcoma-Associated Herpesvirus Inhibitor of cGAS (KicGAS), Encoded by ORF52, Is an Abundant Tegument Protein and Is Required for Production of Infectious Progeny Viruses. J. Virol. 2016, 90, 5329–5342. [Google Scholar] [CrossRef]

184.            Sen, N.; Sommer, M.; Che, X.; White, K.; Ruyechan, W.T.; Arvin, A.M. Varicella-zoster virus immediate-early protein 62 blocks interferon regulatory factor 3 (IRF3) phosphorylation at key serine residues: A novel mechanism of IRF3 inhibition among herpesviruses. J. Virol. 2010, 84, 9240–9253. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

185.            Takiishi, T.; Fenero, C.I.M.; Câmara, N.O.S. Intestinal barrier and gut microbiota: Shaping our immune responses throughout life. Tissue Barriers 2017, 5, e1373208. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

186.            Barnes, M.J.; Powrie, F. Regulatory T cells reinforce intestinal homeostasis. Immunity 2009, 31, 401–411. [Google Scholar] [CrossRef]

187.            Spiljar, M.; Merkler, D.; Trajkovski, M. The Immune System Bridges the Gut Microbiota with Systemic Energy Homeostasis: Focus on TLRs, Mucosal Barrier, and SCFAs. Front. Immunol. 2017, 8, 1353. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

188.            Zheng, D.; Liwinski, T.; Elinav, E. Interaction between microbiota and immunity in health and disease. Cell Res. 2020, 30, 492–506. [Google Scholar] [CrossRef]

189.            Honda, K.; Littman, D.R. The microbiota in adaptive immune homeostasis and disease. Nature 2016, 535, 75–84. [Google Scholar] [CrossRef]

190.            Belkaid, Y.; Harrison, O.J. Homeostatic Immunity and the Microbiota. Immunity 2017, 46, 562–576. [Google Scholar] [CrossRef]

191.            Li, G.; Xiong, Y.; Li, Z.; Yu, Q.; Li, S.; Xie, J.; Zeng, S.; Yu, D.; Yang, Y.; Yu, J. Gut microbiota-derived metabolites modulate Treg/Th17 balance: Novel therapeutic targets in autoimmune diseases. Front. Immunol. 2025, 16, 1710733. [Google Scholar] [CrossRef]

192.            Cheng, H.; Guan, X.; Chen, D.; Ma, W. The Th17/Treg Cell Balance: A Gut Microbiota-Modulated Story. Microorganisms 2019, 7, 583. [Google Scholar] [CrossRef]

193.            Furusawa, Y.; Obata, Y.; Fukuda, S.; Endo, T.A.; Nakato, G.; Takahashi, D.; Nakanishi, Y.; Uetake, C.; Kato, K.; Kato, T.; et al. Commensal microbe-derived butyrate induces the differentiation of colonic regulatory T cells. Nature 2013, 504, 446–450, Erratum in Nature 2014, 506, 254. [Google Scholar] [CrossRef]

194.            Gaffen, S.L. Structure and signalling in the IL-17 receptor family. Nat. Rev. Immunol. 2009, 9, 556–567, Erratum in Nat Rev Immunol. 2009, 9, 747. [Google Scholar] [CrossRef]

195.            Dinarello, C.A. Immunological and inflammatory functions of the interleukin-1 family. Annu. Rev. Immunol. 2009, 27, 519–550. [Google Scholar] [CrossRef]

196.            Weber, A.; Wasiliew, P.; Kracht, M. Interleukin-1 (IL-1) pathway. Sci. Signal 2010, 3, cm1. [Google Scholar] [CrossRef]

197.            Zhang, L.; Guo, X.; Sun, X.; Liao, J.; Liu, Q.; Ye, Y.; Yang, Z.; Cressey, R.; He, Q.; Yuan, Q. Analysis of tumor-infiltrating exhausted T cells highlights IL-6 and PD1 blockade as a combined immunotherapy strategy for non-small cell lung cancer. Front. Immunol. 2025, 16, 1486329. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

198.            Li, S.; Lin, J.; Huang, L.; Hu, S.; Wang, M.; Sun, W.; Sun, S. STK31 drives tumor immune evasion through STAT3-IL-6 mediated CD8(+) T cell exhaustion. Oncogene 2025, 44, 1452–1462. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

199.            Yang, X.; Zhao, Q.; Wang, X.; Zhang, Y.; Ma, J.; Liu, Y.; Wang, H. Investigation of Clostridium butyricum on atopic dermatitis based on gut microbiota and TLR4/MyD88/ NF-kappaB signaling pathway. Technol. Health Care 2025, 33, 1532–1547. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

200.            Zhou, M.; Xu, W.; Wang, J.; Yan, J.; Shi, Y.; Zhang, C.; Ge, W.; Wu, J.; Du, P.; Chen, Y. Boosting mTOR-dependent autophagy via upstream TLR4-MyD88-MAPK signalling and downstream NF-kappaB pathway quenches intestinal inflammation and oxidative stress injury. eBioMedicine 2018, 35, 345–360. [Google Scholar] [CrossRef]

201.            Li, J.; Sasaki, G.Y.; Dey, P.; Chitchumroonchokchai, C.; Labyk, A.N.; McDonald, J.D.; Kim, J.B.; Bruno, R.S. Green tea extract protects against hepatic NFkappaB activation along the gut-liver axis in diet-induced obese mice with nonalcoholic steatohepatitis by reducing endotoxin and TLR4/MyD88 signaling. J. Nutr. Biochem. 2018, 53, 58–65. [Google Scholar] [CrossRef]

202.            Allen, U.D.; Preiksaitis, J.K. Epstein-Barr virus and posttransplant lymphoproliferative disorder in solid organ transplantation. Am. J. Transpl. 2013, 13, 107–120. [Google Scholar] [CrossRef]

203.            Ressing, M.E.; van Gent, M.; Gram, A.M.; Hooykaas, M.J.; Piersma, S.J.; Wiertz, E.J. Immune Evasion by Epstein-Barr Virus. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2015, 391, 355–381. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

204.            Styczynski, J.; van der Velden, W.; Fox, C.P.; Engelhard, D.; de la Camara, R.; Cordonnier, C.; Ljungman, P. Management of Epstein-Barr Virus infections and post-transplant lymphoproliferative disorders in patients after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation: Sixth European Conference on Infections in Leukemia (ECIL-6) guidelines. Haematologica 2016, 101, 803–811. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

205.            Liu, M.; Ma, Y.; Hong, Z.; Yin, Q.; Gu, J.; Chen, L.; Zheng, M. Long-term outcomes in patients with persistent EBV-DNA positivity after primary Epstein-Barr virus infection and clinical implications of rituximab therapy. Int. Immunopharmacol. 2025, 156, 114695. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

206.            Shroff, R.; Trompeter, R.; Cubitt, D.; Thaker, U.; Rees, L. Epstein-Barr virus monitoring in paediatric renal transplant recipients. Pediatr. Nephrol. 2002, 17, 770–775. [Google Scholar] [CrossRef]

207.            Yamamoto, T.; Nakajima, Y.; Yamamoto, M.; Hironaka, T.; Hirai, K.; Nakamura, Y. Epstein-Barr virus activity in patients on chronic hemodialysis. Nephron 1995, 70, 449–454. [Google Scholar] [CrossRef]

208.            Ihsan, E.A.; Mohammed, L.M.; Ali, W.M. Prevalence of Epstein-Barr virus among hemodialysis patients in Kirkuk city. NTU J. Pure Sci. 2023, 2, 17–22. [Google Scholar] [CrossRef]

209.            Le, J.; Durand, C.M.; Agha, I.; Brennan, D.C. Epstein-Barr virus and renal transplantation. Transpl. Rev. 2017, 31, 55–60. [Google Scholar] [CrossRef]

210.            Xu, X.; Zhu, N.; Zheng, J.; Peng, Y.; Zeng, M.S.; Deng, K.; Duan, C.; Yuan, Y. EBV abortive lytic cycle promotes nasopharyngeal carcinoma progression through recruiting monocytes and regulating their directed differentiation. PLoS Pathog. 2024, 20, e1011934. [Google Scholar] [CrossRef]

211.            Inagaki, T.; Sato, Y.; Ito, J.; Takaki, M.; Okuno, Y.; Yaguchi, M.; Masud, H.M.A.A.; Watanabe, T.; Sato, K.; Iwami, S.; et al. Direct Evidence of Abortive Lytic Infection-Mediated Establishment of Epstein-Barr Virus Latency During B-Cell Infection. Front. Microbiol. 2021, 11, 575255, Erratum in Front Microbiol. 2024, 15, 1426311. [Google Scholar] [CrossRef]

212.            Tsurumi, T.; Daikoku, T.; Kurachi, R.; Nishiyama, Y. Functional interaction between Epstein-Barr virus DNA polymerase catalytic subunit and its accessory subunit in vitro. J. Virol. 1993, 67, 7648–7653. [Google Scholar] [CrossRef]

213.            Hammerschmidt, W.; Sugden, B. Identification and characterization of oriLyt, a lytic origin of DNA replication of Epstein-Barr virus. Cell 1988, 55, 427–433. [Google Scholar] [CrossRef]

214.            Lieberman, P.M.; Tempera, I. Chromatin Control of EBV Infection and Latency. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 2025; Online ahead of print. [CrossRef]

215.            Guo, R.; Gewurz, B.E. Epigenetic control of the Epstein-Barr lifecycle. Curr. Opin. Virol. 2022, 52, 78–88. [Google Scholar] [CrossRef]

216.            Bergbauer, M.; Kalla, M.; Schmeinck, A.; Göbel, C.; Rothbauer, U.; Eck, S.; Benet-Pagès, A.; Strom, T.M.; Hammerschmidt, W. CpG-Methylation Regulates a Class of Epstein-Barr Virus Promoters. PLoS Pathog. 2010, 6, e1001114. [Google Scholar] [CrossRef]

217.            Kalla, M.; Schmeinck, A.; Bergbauer, M.; Pich, D.; Hammerschmidt, W. AP-1 homolog BZLF1 of Epstein–Barr virus has two essential functions dependent on the epigenetic state of the viral genome. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2010, 107, 850–855. [Google Scholar] [CrossRef]

218.            SoRelle, E.D.; Haynes, L.E.; Willard, K.A.; Chang, B.; Ch’ng, J.; Christofk, H.; Luftig, M.A. Epstein-Barr virus reactivation induces divergent abortive, reprogrammed, and host shutoff states by lytic progression. PLoS Pathog. 2024, 20, e1012341. [Google Scholar] [CrossRef]

219.            Ramasubramanyan, S.; Osborn, K.; Flower, K.; Sinclair Alison, J. Dynamic Chromatin Environment of Key Lytic Cycle Regulatory Regions of the Epstein-Barr Virus Genome. J. Virol. 2012, 86, 1809–1819. [Google Scholar] [CrossRef][Green Version]

220.            Caruso, L.B.; Napoletani, G.; Soldan, S.S.; Maestri, D.; Kannan, T.; Preston-Alp, S.; Vogel, P.; Kossenkov, A.; Sobotka, A.; Lieberman, P.M.; et al. PARP1 Inhibition Halts EBV+ Lymphoma Progression by Disrupting the EBNA2/MYC Axis. J. Med. Virol. 2025, 97, e70485. [Google Scholar] [CrossRef]

221.            Weitzman, M.D.; Carson, C.T.; Schwartz, R.A.; Lilley, C.E. Interactions of viruses with the cellular DNA repair machinery. DNA Repair. 2004, 3, 1165–1173. [Google Scholar] [CrossRef]

222.            Chaurushiya, M.S.; Weitzman, M.D. Viral manipulation of DNA repair and cell cycle checkpoints. DNA Repair. 2009, 8, 1166–1176. [Google Scholar] [CrossRef]

223.            Weitzman, M.D.; Weitzman, J.B. What’s the damage? The impact of pathogens on pathways that maintain host genome integrity. Cell Host Microbe 2014, 15, 283–294. [Google Scholar] [CrossRef]

224.            Ryan, E.L.; Hollingworth, R.; Grand, R.J. Activation of the DNA Damage Response by RNA Viruses. Biomolecules 2016, 6, 2. [Google Scholar] [CrossRef]

225.            Lieberman, P.M. Epigenetics and Genetics of Viral Latency. Cell Host Microbe 2016, 19, 619–628. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

226.            Buschle, A.; Mrozek-Gorska, P.; Cernilogar, F.M.; Ettinger, A.; Pich, D.; Krebs, S.; Mocanu, B.; Blum, H.; Schotta, G.; Straub, T.; et al. Epstein-Barr virus inactivates the transcriptome and disrupts the chromatin architecture of its host cell in the first phase of lytic reactivation. Nucleic Acids Res. 2021, 49, 3217–3241. [Google Scholar] [CrossRef]

227.            Djavadian, R.; Chiu, Y.-F.; Johannsen, E. An Epstein-Barr Virus-Encoded Protein Complex Requires an Origin of Lytic Replication In Cis to Mediate Late Gene Transcription. PLoS Pathog. 2016, 12, e1005718. [Google Scholar] [CrossRef]

228.            Tsai, M.-H.; Raykova, A.; Klinke, O.; Bernhardt, K.; Gärtner, K.; Leung, C.S.; Geletneky, K.; Sertel, S.; Münz, C.; Feederle, R.; et al. Spontaneous Lytic Replication and Epitheliotropism Define an Epstein-Barr Virus Strain Found in Carcinomas. Cell Rep. 2013, 5, 458–470. [Google Scholar] [CrossRef]

229.            Yap, L.F.; Wong, A.K.; Paterson, I.C.; Young, L.S. Functional Implications of Epstein-Barr Virus Lytic Genes in Carcinogenesis. Cancers 2022, 14, 5780. [Google Scholar] [CrossRef]

230.            Rowe, M.; Zuo, J. Immune responses to Epstein-Barr virus: Molecular interactions in the virus evasion of CD8+ T cell immunity. Microbes Infect. 2010, 12, 173–181. [Google Scholar] [CrossRef]

231.            Liu, M.; Wang, R.; Xie, Z. T cell-mediated immunity during Epstein-Barr virus infections in children. Infect. Genet. Evol. 2023, 112, 105443. [Google Scholar] [CrossRef]

232.            Serafini, B.; Rosicarelli, B.; Franciotta, D.; Magliozzi, R.; Reynolds, R.; Cinque, P.; Andreoni, L.; Trivedi, P.; Salvetti, M.; Faggioni, A.; et al. Dysregulated Epstein-Barr virus infection in the multiple sclerosis brain. J. Exp. Med. 2007, 204, 2899–2912. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

233.            Poole, B.D.; Templeton, A.K.; Guthridge, J.M.; Brown, E.J.; Harley, J.B.; James, J.A. Aberrant Epstein-Barr viral infection in systemic lupus erythematosus. Autoimmun. Rev. 2009, 8, 337–342. [Google Scholar] [CrossRef]

234.            Pender, M.P.; Burrows, S.R. Epstein-Barr virus and multiple sclerosis: Potential opportunities for immunotherapy. Clin. Transl. Immunol. 2014, 3, e27. [Google Scholar] [CrossRef]

235.            Huynh, G.T.; Adler, F.R. Mathematical modelling the age dependence of Epstein-Barr virus associated infectious mononucleosis. Math. Med. Biol. 2012, 29, 245–261. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

236.            Dittfeld, A.; Gwizdek, K.; Michalski, M.; Wojnicz, R. A possible link between the Epstein-Barr virus infection and autoimmune thyroid disorders. Cent. Eur. J. Immunol. 2016, 41, 297–301. [Google Scholar] [CrossRef]

237.            Vento, S.; Guella, L.; Mirandola, F.; Cainelli, F.; Di Perri, G.; Solbiati, M.; Ferraro, T.; Concia, E. Epstein-Barr virus as a trigger for autoimmune hepatitis in susceptible individuals. Lancet 1995, 346, 608–609. [Google Scholar] [CrossRef]

238.            Hess, R.D. Routine Epstein-Barr virus diagnostics from the laboratory perspective: Still challenging after 35 years. J. Clin. Microbiol. 2004, 42, 3381–3387. [Google Scholar] [CrossRef]

239.            Reynaldi, A.; Schlub, T.E.; Piriou, E.; Ogolla, S.; Sumba, O.P.; Moormann, A.M.; Rochford, R.; Davenport, M.P. Modeling of EBV Infection and Antibody Responses in Kenyan Infants With Different Levels of Malaria Exposure Shows Maternal Antibody Decay is a Major Determinant of Early EBV Infection. J. Infect. Dis. 2016, 214, 1390–1398. [Google Scholar] [CrossRef]

240.            Karsten, C.B.; Bartsch, Y.C.; Shin, S.A.; Slein, M.D.; Heller, H.M.; Kolandaivelu, K.; Middeldorp, J.M.; Alter, G.; Julg, B. Evolution of functional antibodies following acute Epstein-Barr virus infection. PLoS Pathog. 2022, 18, e1010738. [Google Scholar] [CrossRef]

241.            Shannon-Lowe, C.D.; Neuhierl, B.; Baldwin, G.; Rickinson, A.B.; Delecluse, H.J. Resting B cells as a transfer vehicle for Epstein-Barr virus infection of epithelial cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2006, 103, 7065–7070. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

242.            Pitjadi, T.M.; Grayson, W. Epstein-Barr Virus-Associated Smooth Muscle Tumour: A Case Series with a Significant Proportion of Tumours Showing Proclivity for Cutaneous Soft Tissues. Dermatopathology 2019, 6, 133–146. [Google Scholar] [CrossRef]

243.            Khan, A.A.; Estfan, B.N.; Yalamanchali, A.; Niang, D.; Savage, E.C.; Fulmer, C.G.; Gosnell, H.L.; Modaresi Esfeh, J. Epstein-Barr virus-associated smooth muscle tumors in immunocompromised patients: Six case reports. World J. Clin. Oncol. 2022, 13, 540–552. [Google Scholar] [CrossRef]

244.            Cancer Genome Atlas Research Network. Comprehensive molecular characterization of gastric adenocarcinoma. Nature 2014, 513, 202–209. [Google Scholar] [CrossRef]

245.            Habib, M.; Buisson, M.; Lupo, J.; Agbalika, F.; Socié, G.; Germi, R.; Baccard, M.; Imbert-Marcille, B.M.; Dantal, J.; Morand, P.; et al. Lytic EBV infection investigated by detection of Soluble Epstein-Barr virus ZEBRA in the serum of patients with PTLD. Sci. Rep. 2017, 7, 10479. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

246.            AbuSalah, M.A.H.; Gan, S.H.; Al-Hatamleh, M.A.I.; Irekeola, A.A.; Shueb, R.H.; Yean Yean, C. Recent Advances in Diagnostic Approaches for Epstein-Barr Virus. Pathogens 2020, 9, 226. [Google Scholar] [CrossRef]

247.            Teow, S.; Peh, S. Novel Implications of Exosomes in Diagnosis and Treatment of Cancer and Infectious Diseases; InTechOpen: Rijeka, Croatia, 2017. [Google Scholar]

248.            Teow, S.Y.; Liew, K.; Khoo, A.S.; Peh, S.C. Pathogenic Role of Exosomes in Epstein-Barr Virus (EBV)-Associated Cancers. Int. J. Biol. Sci. 2017, 13, 1276–1286. [Google Scholar] [CrossRef]

249.            Kumar, A.; Herbein, G. Epigenetic regulation of human cytomegalovirus latency: An update. Epigenomics 2014, 6, 533–546. [Google Scholar] [CrossRef]

250.            Dupont, L.; Reeves, M.B. Cytomegalovirus latency and reactivation: Recent insights into an age old problem. Rev. Med. Virol. 2016, 26, 75–89. [Google Scholar] [CrossRef]

251.            Grinde, B. Herpesviruses: Latency and reactivation—Viral strategies and host response. J. Oral Microbiol. 2013, 5. [Google Scholar] [CrossRef]

252.            Khanal, S.; Schank, M.; El Gazzar, M.; Moorman, J.P.; Yao, Z.Q. HIV-1 Latency and Viral Reservoirs: Existing Reversal Approaches and Potential Technologies, Targets, and Pathways Involved in HIV Latency Studies. Cells 2021, 10, 475. [Google Scholar] [CrossRef]

253.            Cox, A.; Siliciano, R. HIV Not-so-innocent bystanders. Nature 2014, 505, 492–493. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

254.            Monel, B.; McKeon, A.; Lamothe-Molina, P.; Jani, P.; Boucau, J.; Pacheco, Y.; Jones, R.B.; Le Gall, S.; Walker, B.D. HIV Controllers Exhibit Effective CD8(+) T Cell Recognition of HIV-1-Infected Non-activated CD4(+) T Cells. Cell Rep. 2019, 27, 142–153.e144. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed]

255.            Peng, B.; Jing, Z.; Zhou, Z.; Sun, Y.; Guo, G.; Tan, Z.; Diao, Y.; Yao, Q.; Ping, Y.; Li, X.; et al. Nonproductive Hepatitis B Virus Covalently Closed Circular DNA Generates HBx-Related Transcripts from the HBx/Enhancer I Region and Acquires Reactivation by Superinfection in Single Cells. J. Virol. 2023, 97, e0171722. [Google Scholar] [CrossRef]

256.            Biswas, J.; Ali, S.K.A.; Malik, S.; Nag, S.; Mukherjee, P.; Saha, A. E2F1 suppresses Epstein-Barr virus lytic reactivation through cellular and viral transcriptional networks. PLoS Pathog. 2025, 21, e1013410. [Google Scholar] [CrossRef]

257.            Sista, N.D.; Barry, C.; Sampson, K.; Pagano, J. Physical and functional interaction of the Epstein-Barr virus BZLF1 transactivator with the retinoic acid receptors RAR alpha and RXR alpha. Nucleic Acids Res. 1995, 23, 1729–1736. [Google Scholar] [CrossRef] [PubMed][Green Version]